Unidad Bioimagenología Avanzada

(Unidad Mixta Universidad de la República - Institut Pasteur de Montevideo)

 

La UBA está comprometida con el desarrollo de nuevos instrumentos y métodos en el campo de la biofotónica con el objetivo final de dar respuesta a preguntas y aplicaciones biomédicas de forma cuantitativa. El desarrollo de instrumentación y métodos están motivados por los problemas biológicos y biomédicos que se abordan en la UBA, mientras que al mismo tiempo, nuestras preguntas biológicas son impulsadas por los desarrollos tecnológicos y métodos de vanguardia que la UBA desarrolla. Esta interacción virtuosa entre tecnología en el estado del arte y preguntas biomédicas son la sinergia clave que motiva nuestra investigación. Dentro de la área de desarrollo nuestra unidad se enfoca en instrumentos para abrir nuevas fronteras en la investigación biomedica, en particular nos centramos en el desarrollo de tecnologías multifotonica (deep-tissue imaging), imaging intavital, óptica no-lineal, fibras ópticas y espectroscopia resuelta en el tiempo e hiperespectral. Anualmente ofrecemos un taller para difundir el uso de la instrumentación, métodos y aplicaciones de herramientas biofotónicas avanzadas. En la UBA utilizamos herramientas de espectroscopia en microscopia para estudiar dinámica de fluorescencia como FCS (Fluorescence Correlation Spectrosopy), FLIM (Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy), imágenes hiperespectrales, diagramas de fasores (Phasor Plots), microscopía no-ineal (SHG y THG, segundo y tercer armónico), multifotón, imágenes de tejido profundo, RICS, seguimiento orbital 3D , N&B, iMSD, pCF y 2DpCF, entre otros. Nuestra unidad tiene un alto compromiso de servicio por lo cual los usuarios podrán recibir una capacitación en el uso de instrumentos de alta tecnología y les enseñarmos sobre el análisis y procesamiento de los resultados.

 

 

Miembros/Members:

 

Leonel Malacrida (PhD) Responsable/Head

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Follow us on Twitter: @MalacridaLab

 

 Chan Zurkerberg Initiative "Imaging Scientist" Ciclo 2 2020

 

 

Equipo/Team en el HC:

 

MSc. Ma José García (Asistente Departamento de Fisiopatología G2 interino, Estudiante de Doctorado ProInBio, Beca Doctorado Comisión Académica de Posgrado 2020).

Proyecto de Investigación: "Microscopia no-lineal y por tiempo de vida en modelos experimentales de lesión pulmonar: Evaluación de su utilidad diagnostica a través de aprendizaje automático"

 

 

 

 

 

 

 

 

Ana Laura Suarez (Tec. Anatomía Patológica, Departamento de Fisiopatología) 

Proyecto de Investigación: "Desarrollo de un altas metabólico tisular para estudiar disfunción multiorgánica"

 

 

  

 

 

 

 

 

Equipo/Team en el IP:

 

 

Dr. Andres Kamaid (Investigador Asociado)

 Cvuy

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MSc. Marcela Díaz (Técnica microscopia, Estudiante de Doctorado)

 Proyecto de Doctorado: “Caracterizacion fisicoquímica de las segregación de fases líquido-líquido de FUS in vivo mediante microscopía y espectroscopia de fluorescencia”

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Tabare de los Campos (Técnico procesamiento de imagenes y desarrollo de Hardware)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

MSc. Andres Di Paolo (PostDoc, Proyecto CSIC I+D 2020) "Desarrollo y puesta punto de un nuevo dispositivo basado en fibras ópticas con resolución de tiempo de vida y espectral para la evaluación metabólica tisular in vivo por la autofluorescencia."

 

Bach. Bruno Schuty (Pasantia corta Lic. Ingeniería Biologica-Paysandú UdelaR, cotutoria con Dr. F. Lecumberry y Ing. J. Cardelino) "Desarrollo de herramientas de análisis de imágenes hiperespectrales por fasores usando codigo Phyton".

 

 

Estudiantes de Doctorado y Maestría:

 

En curso

 

Dr. Luciano Amerelle (PhD ProInBio, 2020-) Proyecto: "Evaluación del estado metabólico en el daño pulmonar agudo por hiperoxia mediante microscopía de autofluorescencia intravital". Tutor: Leonel Malacrida, co-Tutor: Javier Hurtado (H. Español).

 

Lic. Marcos Nieves (PhD PEDECIBA, 2019-) Proyecto: "Señalización en bacterias: integrando las escalas molecular y celular". Tutor: Alejandro Buschiazzo (IPMon), co-Tutor: Leonel Malacrida.

 

MSc. Jessica Rossello (PhD PEDECIBA, 2020-) Proyecto: "Fosforilación de sustratos de PknG involucrados en el metabolismo del nitrógeno en micobacterias: Rol en la adaptación al ambiente del hospedero". Tutor: Rosario Duran (IPMon-IIBCE), co-Tutor: Leonel Malacrida, Pedro Alzari.

 

Dra. Sofia Martinez (MSc. ProInBio, 2020-) Proyecto: "Estudio de lesiones melanocíticas por microscopía multifotónica  y tiempo de vida del NADH como indicador del estado metabólico celular: Evaluación de su valor diagnóstico. ". Tutor: Leonel Malacrida, co-Tutor: Julio Magliano (Dermatologia HC).

 

Dra. Tatiana Galiardi (MSc. ProInBio, 2020-) Proyecto: "Evaluación de la influencia de diferentes modos ventilatorios sobre el perfil del surfactante pulmonar en cerdos recién nacidos". Tutor: Feranada Blasina (Neonatologia-HC), co-Tutor: Leonel Malacrida.

 

Dr. Martin Badia (MSc. ProInBio, 2021-) Proyecto: "Evaluación de la distribución pulmonar del surfactante bovino nebulizado en un modelo de cerdo recién nacido por microscopía bifotonica y tiempo de vida”. Tutor: Feranada Blasina (Neonatologia-HC), co-Tutor: Leonel Malacrida.

 

Dra. Anna Alcantara (MSc. ProInBio, 2021-) Proyecto: “VALORACIÓN PERIOPERATORIA DEL METABOLISMO TISULAR INTRAVITAL POR AUTOFLUORESCENCIA CON FIBRAS ÓPTICAS PARA EL MONITOREO DE LA INJURIA RENAL DURANTE EL TRANSPLANTE”. Tutor: Leonel Malacrida, co-Tutor: Mariana Seijas  (Fisiopatología-Nefrología-HC).

 

Dr.  Sebastian Gortari (MSc. ProInBio, 2021-) Proyecto: “Estudio del metabolismo energético renal pormicroscopía bifotónica en un modelo murino de injuria renal por isquemia-reperfusión unilateral”. Tutor: Leonel Malacrida, Mariana Seijas  (Fisiopatología-Nefrología-HC).

 

 

Finalizadas

 

Lic. Toledo (MSc. ProInBio, 2015-2018) Proyecto: "Nuevas terapéuticas para la lesión pulmonar aguda: buscando en la evolución surfactantes pulmonares patología-específicos". Tutor: Leonel Malacrida, Co-Tutor: Carlos Batthyany (IPMon).

 

 

 Comite Advisor/Advisory Committee:                 

• Prof. Enrico Gratton (University of California at Irvine)
• Prof. David M. Jameson (University of Hawaii at Manoa)
• Prof. Fernando Stefani (Centro de Investigaciones en Bionanociencias-CONICET, Argentina)
• Prof. Alejandro Buschiazzo (Instituto Pasteur de Montevideo/Uruguay)

 

 

Lineas de investigación/Research and Development:

 

1- Proyectos impulsados por el desarrollo de tecnología, métodos y aplicaciones en el campo de la Biofotónica/Techological Driven projects.

a) "Desarrollo y puesta punto de un nuevo dispositivo basado en fibras ópticas con resolución de tiempo de vida y espectral para la evaluación metabólica tisular in vivo por la autofluorescencia." financiado por CSIC I+D 2021-2023. PI: Leonel Malacrida. ~40K (U$S)

b) “Microscopia de dos fotones resuelta en el tiempo de vida en el Hospital Universitario: un microscopio en el estado de arte para responder preguntas en biomedicina.”, financiado por CSIC Equipamiento pesado 2018. PI's: Leonel Malacrida y Javier Hurtado. $U 3.850.000

 c) "Desarrollo de un dispositivo óptico para el diagnóstico rápido y portable de SARS-CoV2 con proteínas ingenierizadas", financiado por Fundación Manuel Pérez, Llamado especial Corona virus 2019. PIs: Leonel Malacrida y.Sergio Pantano (IPMON) U$S 30k

 

d) “Fluorescence Lifetime Assisted in vivo Detection of Skin Cancers with a Portable Point-of-Care Fiber Optical Device.”, financiación NIH P41-GM103540. PI's: Leonel Malacrida y Enrico Gratton. U$S 50000 

2- Proyectos biologicos "guiados por hipotesis"/ Biological Driven Projects.

a) “Una aproximación a las enfermedades neurodegenerativas mediante microscopía y espectroscopia de fluorescencia in vivo. Rol de la segregación de fases líquido-líquido en la fisio(pato)logía celular.”, financiado por FCE Mod II 2018-ANII. PI: Leonel Malacrida. $U 1.000.000

b) “Microscopia no-lineal y por tiempo de vida en modelos experimentales de lesión pulmonar: Evaluación de su utilidad diagnostica a través de aprendizaje automático”, financiado por CSIC I+D 2018. PI: Leonel Malacrida. $U 1.000.000

3- Proyectos de Extension o desarrollo institucional/Institutional and social projects.

a) "Cooperación para el desarrollo de capacidades en microscopia avanzada con miras a cooperación para el desarrollo de capacidades en microscopia avanzada con miras a constituir la red latinoamericana de microscopía", Fianaciado por el Fondo conjunto de cooperacion Mexico-Uruguay (AMEXCID-AUCI). Responsables: Andres Kamaid (IPMON), Christopher Wood (UNAM), Leonel Malacrida (UdelaR). U$S100.000

b) "Desarrollo de una Unidad de Bioimagenología Avanzada en Latinoamerica". Financiado por Chan Zurkerberg Initiative en su programa "Imaging Scientist" Ciclo 2 - 2020 (la UBA es un esfuerzo mixto de la Universidad de la República y el Institut Pasteur de Montevideo). U$S 370.000 (5 años).

Capacidades instrumentales de la UMAB/ Resources at the UMAB

 1- Microscopio "home-buit" de dos fotones con resultución de tiempo de vida y FCS. Bloque epifluorescente Nikon Ti-S, laser pulsado basado en fibra 780 nm (Calmar), 3 dectectores pesudo conteo de fotones (GaAsP Hamamatsu), FLIMBos 320 (ISS), platina motorizada x/y (ASI), lente electrico (Optotune), CO2 y temperatura controlada, mesa óptica con aislación pasiva (TMC) escaner glavanometrico x/y ultrarápido (Cambridge Technologies).

• FLIM
• FRET
• Phasor plots
• FCS (single point, line, circular, diffusion map)
• RICS (crossRICS)
• N&B (crossN&B)
• pCF (pCOMB)
• 2D y 2D Particle Tracking 
• epifluorescence (camera based)

2- Instrumento basado en Fibras ópticas para medidas de tiempo de vida y espectral. Detector Hamamatsu de 2x2, A320 fastFLIMbox (ISS), Laser Diodo 370 nm modulado hasta 300MHz (ISS), Laser pulsado 355 nm (Markettech), Fibras opticas (ThorLabs).

3- Espectrometros de alta resolución y velocidad para diffuse optical spectroscopic imaging (DOSI) . HR4000 y 2x USB200 (Ocean Optics).

4- Computadoras (2) de alto rendimiento para procesamiento y análisis de imagenes.

• PC-1 de escritorio procesador Intel Core i7-3779 CPU @ 3.40HGHz, 32Gb DDR3 RAM, 128GB SSD, Disco duro SATA 1Tb, tarjeta de video NVIDIA GeForce GT 640 DDR3 2Gb, dos monitores BenQ GL2450 26 pulgadas.
• PC-2 de escritorio procesador CPU INTEL CORE I7 9700 (3.0Ghz) 12MB Socket 1151, 64Gb DDR3 RAM, HD SSD 240GB KINGSTON, HD. 1TB SATA6, dos monitores MONITOR LED 27" ACER Nitro VG270 IPS 144Hz FULL HD.

5- Sitema de almacenaminto de datos, NAS SYNOLOGY DS920+ DESKTOP (4 BAHIAS) con 40TB de datos.

6- Software para análisis y procesamiento de imagenes comercial y de codigo abierto. SimFCS for images (G-Soft, Ilinois-USA), Fiji & ImageJ (NIH, Bethesda-USA), Icy (Pasteur Paris, France) y codigo/rutinas customizadas en MatLab (MathWorks).

 
Cursos y entrenamientos dictados:

 

Introduccion a la Microscopia y Analisis de Imagenes

1- Curso de introducción y entrenamiento (hands-on) en microscopia para usuarios de la plataforma en la UBA (Presencial y remoto por la MSc. Marcela Díaz)

 

2- Curso introductorio al uso y manejo de software libre para procesamiento y análisis de imagenes (Presencial y remoto por Tabaré de los Campos)

 

Los interesados en estos entrenamientos dirigirse a Esta dirección de correo electrónico está siendo protegida contra los robots de spam. Necesita tener JavaScript habilitado para poder verlo.

 

 

Cursos Avanzados de Microscopia y Métodos.

2^nd Annual Workshop on Advanced Microscopy and Biophotonics

November 23-27 of 2020

Institut Pasteur of Montevideo/Univesidad de la República

Montevideo – Uruguay

Link to the course.

  

 

 
Agenda Workshop 2020 (click en links para ver videos de las Lectures y App. Talks):

Monday November 23

09:45-10:00 – Opening and course introduction. Leonel Malacrida

10:00-11:00 – Lecture 1. David Jameson. Introduction to fluorescence fundamentals and methods.

11:00-11:45 – Lecture 2. Leonel Malacrida: Advanced fluorescence instrumentation and microscopy.

11:45-12:30 – Lecture 3. Enrico Gratton: Introduction to fluorescence correlation spectroscopy (FCS) and the photon counting histogram (PCH)

Virtual lunch break and meet with the instructors

13:30-14:15 – Lecture 4. Per Niklas Hedde: Raster image correlation spectroscopy (RICS) and in vivo applications.

14:15 – 15:00 - Lecture 5. Per Niklas Hedde: Number & Brightness (N&B) and its applications for protein oligomerization studies in vivo.

15:00-15:45 – Lecture 6. Enrico Gratton: The pair-correlation function and its applications for deciphering the occurrence of barriers and obstacles inside the cell.

Virtual coffee break and meet with the instructors

16:15 – 16:40 – Application talk #1. Susana Sánchez: Ribosomal proteins detection by the PCH analysis in yeast.

16:40 – 17:05 – Application talk #2. Enrico Gratton: The image Mean Square Displacement iMSD Method.

17:05 – 17:30 – Application talk #3. Enrico Gratton: Line-Scan FCS combined with pCF to understand the molecular traffic to the nucleus.

Virtual coffee break and meet with the instructors

 

Tuesday November 24

10:00-10:45 – Lecture 7. David Jameson: Introduction to lifetime measurements and the phasor plots.

10:45-11:30 – Lecture 8. Enrico Gratton: The phasor plots for FLIM and FRET.

11:30-12:15 – Lecture 9. Leonel Malacrida: The spectral phasor plot and its applications to hyperspectral imaging.

Virtual lunch break and meet with the instructors

13:30-14:15 – Lecture 10. Alex Vallmitjana: Multi-component analysis on FLIM data with the phasor approach.

14:15-15:00 – Lecture 11. Suman Ranjit: FLIM-Phasor for cell metabolism phenotyping.

15:00-15:45 – Lecture 12. Per Niklas Hedde. Hypespectral imaging in light-sheet microscope without hyperspectral detection.

Virtual coffee break and meet with the instructors

16:15 – 16:40 – Application talk #4. Susana Sánchez: Applications of FLIM-Phasors for biological questions: the pH and Ca++ case.

16:40 – 17:05 – Application talk #5. Leonel Malacrida: Absolute NADH concentration by FLIM-Phasors.

17:05 – 17:30 - Application talk #6. Leonel Malacrida: FLIM and Hyperspectral imaging using phasors to study membrane dynamics by LAURDAN fluorescence.

Virtual coffee break and meet with the instructors

  

Wednesday November 25

10:00-10:45 – Lecture 13. Luca Lanzanó: Fundamentals of Super-resolution microscopy and its combination with FLIM-Phasors.

10:45-11:30 – Lecture 14. Fernando Stefani. Far-field fluorescence nanoscopy with sub-10 nm resolution.

11:30-12:15 – Lecture 15. Leonel Malacrida: The single plane illumination microscopy and its applications.

Virtual lunch break and meet with the instructors

13:30-14:15 – Lecture 16. Enrico Gratton: The DIVER microscope for deep tissue imaging.

14:15-15:00 – Lecture 17. Lorenzo Scipioni. The Phasor S-FLIM Microscope for multiplexing microscopy.

15:00-15:45 – Lecture 18. Alexander Vallmitjana: 3D-Single particle tracking and its applications.

Virtual coffee break and meet with the instructors

16:15 – 16:40 – Application talk #7 Francesco Cardarelli: iMSD application for molecular intracellular diffusion studies.

16:40 – 17:05 – Application talk #8. Lorenzo Scipioni: Comprehensive correlation analysis for super-resolution dynamic fingerprinting of cellular compartments using the Zeiss Airyscan detector.

17:05 – 17:30 - Application talk #9. Suman Ranjit: Applications of the DIVER microscope for biomedical imaging.

Virtual coffee break and meet with the instructors

  

Thursday November 26

10:00 – 10:25 – Application talk #10 Valeria Levi: Applications of FCS to study the organization of GR in the nucleus.

10:25 – 10:50 – Application talk #11. Luis Bagatolli: Uses of solvatochromic probes for water dynamics in yeast.

10:50 – 11:15 - Application talk #12. Germán Gunther: Development and application of CAPRYDAA for in vivo membrane dynamics.

11:15 – 11:40 – Application talk #13 Federico Lecumberry: Applications of imaging processing and AI in advanced fluorescence microscopy.

11:40-12:05 – Application talk #14. Florencia Irigoín. The primary cillium membrane organization studied by spectral phasors and LAURDAN.

Virtual lunch break and meet with the instructors

13:30 – 13:55 – Application talk #15. Francesco Palomba: Dimethylaminonaphtalen (DAN) probes and liquid phase separation.

13:55 – 14:20 - Application talk #16. Belen Torrado: Study of protein transport in the primary cilium using FRAP and pCF.

14:20-14:45 – Application talk #17. Ariel Fernandez: Snapshot polarimetric and phase quantitative microscopy.

14:45-15:10 – Application talk #18. Michelle Digman: Evaluation of pre-implantation embryos by FLIM and autofluorescence.

Virtual coffee break and meet with the instructors

15:40 – 16:40 - Lecture 19: Workshop close and special lecture. David Jameson: A nano-history of fluorescence.

16:40 – 17:30 – Workshop closing and virtual coffee break with instructors

 

Friday November 27

10:00 -12:00 Breakout rooms and discussions

(All participants will have the chance to rotate between two sections.).

1. What is fluorescence and harmonic generation? (Enrico Gratton)

2. Can we see a single molecule?  Why is this important? (Francesco Palomba)

3. What is optical super-resolution? (Alexander Vallmitjiana)

4. How we can observe a tumor in patients using fluorescence? (Suman Ranjit and Belen Torrado)

5. Why do phasors plots analysis for FLIM and hyperspectral imaging? Why is this important? (Leonel Malacrida)

6. Why and when SPIM is better than regular raster scanning microscopy? (Per Niklas Hedde)

 

Virtual lunch break and meet with the instructors

13:30 – 15:30 – Virtual practical section (20 total presentations):

Two topics (total 10 students by subgroup)

• RICS and N&B- diffusion and oligomerization of EGFP and PaxEGFP in NIH-3T3 cells in vivo (Leonel Malacrida, Per Niklas Hedde and Marcela Diaz)
• FLIM-Phasor-Autofluorescence and metabolism (Belén Torrado, Alex Vallmitjana and Francesco Palomba)

16:00-17:30 – Final discussion

 

1er Workshop de Micrsocopia de Fluorescencia Avanzada y Biofotónica.

25 al 28 de Noviembre de 2019.

Unidad de Microscopia Avanzada y Bifotónica

Hospital de Clínicas -  Universidad de la República

Organizador: Dr. Leonel Malacrida

Profesores Internacionales invitados:

• Dr. Enrico Gratton (LFD-UCI-USA)
• Dr. David Jameson (U. Hawaii-USA)
• Dra. Susana Sanchez (U. Concepción-Chile)
• MSc. Andrés Saraleguí (UNAM-México).
  
  

Profesores invitados locales:

• Dra. Florencia Irigoín (FMed)
• Dra. Julia Alonso (FIng)
• Dr. Federico Lecumberry (FIng).

Lunes 25 de Noviembre

08:30-09:00 – Palabras inaugurales e introducción al curso. Leonel Malacrida

09:00-09:45 – Lecture 1. Leonel Malacrida. Introducción a la fluorescencia y métodos fluorescentes.

09:45-10:30 – Lecture 2. Leonel Malacrida: Fundamentos de la instrumentación avanzada de fluorescencia y microscopia de fluorescencia.

Break

11:00-11:45 – Lecture 3. Enrico Gratton: Introducción a la Fluorescence correlation spectroscopy (FCS) and photon counting histogram (PCH)

Almuerzo

13:30-14:00 – – Charla de aplicaciones #1. Susana Sánchez: Detección de proteínas ribosomales en levaduras mediante análisis de PCH.

14:00 – 14:45: Lecture 4. Enrico Gratton: Aplicaciones de Raster image correlation spectroscopy (RICS) para medir la difusión molecular in vivo.

14:45-15:30 – Lecture 5. Enrico Gratton: Análisis de Numero y Brillo (N&B) para estudiar la oligomerización y concentración de proteínas en la célula.

Break

16:30 – 17:15 - Lecture 6. Leonel Malacrida: El método de pair-correlation y sus aplicaciones (pCF) para descifrar barreras y obstáculos a la difusión in vivo.

Martes 26 de Noviembre

09:00-09:45 – Lecture 7. David Jameson: Introducción a la medida de tiempo de vida y los gráficos de Fasores.

09:45-10:30 – Lecture 8. Enrico Gratton: Los gráficos de Fasores para el análisis e interpretación de FLIM y FRET.

Break

11:00-11:45 – Lecture 9. Leonel Malacrida: Los fasores espectrales y sus aplicaciones para el análisis de microscopia hiperespectral.

11:45-12:15 – Charla de aplicaciones #2. Susana Sánchez: Aplicaciones de FLIM-Fasores para responder preguntas biologicas.

Almuerzo

13:30-14:15 – Charla de aplicaciones #3. Enrico Gratton: Aplicaciones de FLIM-Fasores para estudios del metabolismo celular en Biomedicina.

14:15 – 14:35 - Charla de aplicaciones # 4. Leonel Malacrida: Concentración absoluta in vivo de NADH. FLIM-Phasor y metabolismo, algunas consideraciones.

14:45 – 15:45 - – Simulaciones de FCS y análisis de datos RICS y N&B. Leonel Malacrida – Susana Sanchez - Enrico Gratton.

Break

16:30-17:30 – Continuación de las simulaciones de FCS y análisis de datos RICS y N&B.

Miércoles 27 de Noviembre

09:00-09:45 – Lecture 10. Enrico Gratton: Seguimiento de partícula única en 3D y sus aplicaciones.

09:45-10:30 – Lecture 11. Leonel Malacrida: Microscopia de iluminación en lamina (SPIM) y sus aplicaciones.

Break

11:00-11:30 – Charla de aplicaciones #5 - David Jameson: Aplicaciones de N&B en la oligomerización de proteínas en células in vivo.

11:30: - 12:00 - Charla de aplicaciones #6. Enrico Gratton: Microscopía DIVER para aplicaciones en imágenes de tejidos en profundidad y microscopia no lineal (generación de armónicos).

Almuerzo

13:30-15:30 – Entrenamiento en FLIM/Hiperespectral/Phasor con simulaciones en computadora. Leonel Malacrida – Susana Sanchez - Enrico Gratton.

15:30-17:30 – Sección de poster con los estudiantes participantes (se les solicitara a los estudiantes que presente un poster de su proyecto de investigación).

Jueves 28 de Noviembre

09:00-09:30 – Charla de aplicaciones #7. Andrés Saraleguí. Observando tejidos en profundidad: Microscopía Multifotónica y Aclaramiento de muestras.

09:30-10:00 – Charla de aplicaciones #8. Susana Sánchez: Fluctuaciones de la función de GP y su aplicación en el estudio de la dinámica de membranas.

Break

10:30-11:00 – Charla de aplicaciones #9. Florencia Irigoín. Dinámica de las membranas en la cilia primaria por microscopia hiperespectral y fluorescencia de LAURDAN.

11:00-11:30 – Charla de aplicaciones #11. Federico Lecumberry. Procesamiento de señales y aprendizaje automático aplicado a imágenes biomédicas.

11:30-12:00 – Charla de aplicaciones #12. Julia Alonso. Óptica Computacional aplicada a la Microscopía de Fluorescencia.

Almuerzo

13:30 – 14:00 - Charla de aplicaciones #13. Leonel Malacrida: Ensayo de iMSD y 2D-pCF para el análisis de difusión de moléculas dentro de la célula in vivo.

14:00 – 15:00 - Lecture 12. Cierre del Workshop y Seminario especial. David Jameson: Una nano-historia acerca de la fluorescencia.

Estudiantes participantes:

1	Alberto Ezequiel	Rafael Ponce	Facultad de Medicina
2	Alejandro	Silva	Facultad de Ingeniería
3	Ana Laura	Suárez	Hospital de Clínicas
4	Andres	Di Paolo	IIBCE
5	Carolina	Oliveira	Facultad de Ciencias
6	Daniel Andres	Palacio	Universidad de Concepción, Chile
7	Diego	Hernández	IIBCE
8	Estefania	Silveyra	Facultad de Odontologia
9	Eugenia	Isasi	Facultad de Medicina
10	Inés	Marmisolle	Facultad de Medicina
11	Ines	Rauschert	IIBCE
12	Jennyfer	Martinez	Facultad de Medicina
13	Joao	Aguilar	Universidad de concepción, Chile
14	Juan	Llaguno	Facultad de Ingeniería
15	Juan Carlos	Rosillo	IIBCE
16	Lourdes	Echarte	Hospital de Clínicas
17	Mai	Sandra	Facultad de Medicina
18	Marcos	Nieves	IPMON
19	María del Pilar	Irigoyen	Facultad de Medicina
20	María Eugenia	Cruces	IPMON
21	María José	García	Hospital de Clínicas
22	María Laura	Herrera	IIBCE
23	Mariana	Di Doménico Firpi	Facultad de Medicina
24	Marset	María Virginia	Facultad de Medicina
25	Martín	Figares	IIBCE
26	Natalia	Marquisá	Hospital de Clínicas
27	Pablo	Liddle	IIBCE
28	Paola	Lepanto	IPMON
29	Vanesa	Pereira	Facultad de Odontologia

Apoyos para el curso:

Foto final de curso

Publicaciones

2021

Phasor-based hyperspectral snapshot microscopy allows fast imaging of live, three-dimensional tissues for biomedical applications.

 

 

In vivo macromolecular crowding is differentially modulated by Aquaporin 0 in zebrafish lens: insights from a nano-environment sensor and spectral imaging

 

2020

Barriers to diffusion in cells: visualization of membrane-less particles in the nucleus. 

Leonel Malacrida, Per Niklas Hedde, Belen Torrado, Enrico Gratton. The Biophysicist (2020) 1 (2): 9.

CAPRYDAA, an anthracene dye analog to LAURDAN: a comparative study using cuvette and microscopy

2019

Determination of the metabolic index using the fluorescence lifetime of free and bound nicotinamide adenine dinucleotide using the phasor approach

 

The DIVER Microscope for Imaging in Scattering Media

 

StarD5: an ER stress protein regulates plasma membrane and intracellular cholesterol homeostasis

 

A novel nitroalkene‐α‐tocopherol analogue inhibits inflammation and ameliorates atherosclerosis in Apo E knockout mice

 

2018

Differences between FLIM phasor analyses for data collected with the Becker and Hickl SPC830 card and with the FLIMbox card

(# primer autor en pie de igualdad)

Fit-free analysis of fluorescence lifetime imaging data using the phasor approach

(# primer autor en pie de igualdad)

LAURDAN fluorescence and phasor plots reveal the effects of a H2O2 bolus in NIH-3T3 fibroblast membranes dynamics and hydration

2017

sideSPIM–selective plane illumination based on a conventional inverted microscope

 

Spectral phasor analysis reveals altered membrane order and function of root hair cells in Arabidopsis dry2/sqe1-5 drought hypersensitive mutant

 

A multidimensional phasor approach reveals LAURDAN photophysics in NIH-3T3 cell membranes

 

2016

Spectral phasor analysis of LAURDAN fluorescence in live A549 lung cells to study the hydration and time evolution of intracellular lamellar body-like structures

(* autor correspondiente)

Measurements of absolute concentrations of NADH in cells using the phasor FLIM method

2015 y anteriores

Model-free methods to study membrane environmental probes: a comparison of the spectral phasor and generalized polarization approaches

Ver corrección:

Erratum: Model-free methods to study membrane environmental probes: a comparison of the spectral phasor and generalized polarization approaches (2015 Methods Appl. Fluoresc. 3 …

Journals cover

On the cover: The cover image is based on the Research Article Differences between FLIM phasor analyses for data collected with the Becker and Hickl SPC830 card and with the FLIMbox card by Suman Ranjit et al., DOI: https://doi.org/10.1002/jemt.23061.

 

 

Patentes

 Selective plane illumination in the conventional inverted microscope geometry by side illumination

Link aquí

Presentacion en el ciclo de seminarios Institut Pasteur de Montevideo: "The DIVER microscope: a multiphoton instrument to deep dive within the scattering tissue." 

link aquí

Presentacion en el ciclo de Webinarios de Biofísica en español Kognite: "Una nueva dimensión para la microscopía de fluorescencia hiperespectral y de tiempo de vida: el espacio de los gráficos de fasores". 

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Presentación en la celebración de los 30 años de la Licenciatura en Bioquímica y los 20 años del Instituto de Química Biológica, de la Facultad de Ciencias, Universidad de la República, Montevideo, Uruguay.

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Entrevista el Dr. Leonel Malacrida SobreCiencia, Radio Uruguay 1050 AM. 2019

El primer microscopio de dos fotones del país, comenzará a funcionar este año.

Entrevista el Dr. Leonel Malacrida SobreCiencia, Radio Uruguay 1050 AM. 2018

El Clínicas tendrá el primer microscopio de dos fotones del país

Entrevista en La Diaria (espacio Ciencia) "Udelar e Institut Pasteur inauguraron Unidad de Bioimagenología Avanzada".

Se llama a interesad@s para unirse al equipo de trabajo del UMAB, los objetivos de investigación del grupo tiene un corte sustancial de transdisciplinariedad por lo cual se buscan candidatos con interés de trabajar en las fronteras de la Biología Celular/Molecular, Bioquímica, Biomedicina, Biofotónica y Bioingeniería.

 

Se contemplan la realización de tesis de grado, posgrado y/o estancias postdoctorales.

 

Los proyectos en curso son los siguientes:

 

 

1-Caracterización biofísica in vivo por herramientas de microscopia avanzada de fluorescencia de las separaciones de fase liquido-liquido y liquido-solida de FUS (Fused in Sarcoma, RNA binding protein) como responsable del desarrollo y progresión de la esclerosis lateral amiotrófica (ELA).

Se realizaran líneas neuronales con expresión estable de versiones fusionadas de FUS (así como mutaciones puntuales) a proteínas fluorescentes y se analizaran las características fisicoquímicas de las fases liquida-liquida y liquida-solida por sensores de relajación por entorno (actividad de agua con ACDAN) y viscosidad (rotor molecular TPAP). Además se estudiaran por microscopio bifotónica y de tiempo de vida la influencia del estado metabólico celular en la progresión de la segregación líquido-solido como mecanismo de la fisiopatología de la FUS.  

Proyecto “Una aproximación a las enfermedades neurodegenerativas mediante microscopía y espectroscopia de fluorescencia in vivo. Rol de la segregación de fases líquido-líquido en la fisio(pato)logía celular.”, financiado por FCE 2018-ANII.

 

2-Desarrollo de nuevos métodos de diagnostico y caracterización de la Lesión pulmonar aguda por microscopia de dos fotones y resuelta en el tiempo de vida (FLIM).

Se relaciona con el uso de la autofluorescencia (NADH/FAD+) como indicador del metabolismo tisular, generación de segundo y tercer armónico, imagen en tejido con dispersión, etc. En un modelo experimental de ratones C57BL/6 con lesión pulmonar aguda por instilación pulmonar de lipopolisacarido bacteriano. Se pretende incorporar herramientas de inteligencia artificial (machine learning) al análisis y procesamiento de imágenes de FLIM.

Proyecto “Microscopia no-lineal y por tiempo de vida en modelos experimentales de lesión pulmonar: Evaluación de su utilidad diagnostica a través de aprendizaje automático”, financiado por CSIC I+D 2018

 

3- Desarrollo y aplicación un nuevo dispositivo basado en fibras ópticas para la caracterización in vivo del metabolismo tisular por la autofluorescencia.

El proyecto comprende el armado, puesta a punto y aplicación de este nuevo dispositivo de imagen con resolución de tiempo de vida e hiperespectral utilizando arreglo de detectores con conteo de fotones y laser UV pulsado/modulado. El instrumento tiene como objetivo ser utilizado en in vivo como sondas intra-vital, así como en la definición de márgenes en cirugía oncologica.

Proyecto “Fluorescence Lifetime Assisted in vivo Detection of Skin Cancers with a Portable Point-of-Care Fiber Optical Device.”, financiación NIH P41-GM103540

 

4-Ensamblado y puesta a punto de un microscopio de dos fotones con detección de conteo de fotones y resolución de tiempo de vida.

El primer microscopio bifotónico del Uruguay será ensamblado a partir de la adquisición de sus componentes (laser, glavo-scanner, detectores, FLIMbox card), por lo cual será un proyecto con un claro corte ingenieril y con la posibilidad de cubrir todos los aspectos que hacen al funcionamiento de un microscopio. Sumado a esto se instalara un sistema de detección de conteo de fotones y una tarjeta FLIMbox (dominio de la frecuencia) para poder obtener información de tiempo de vida de los fluoroforos. 

Proyecto: “Microscopia de dos fotones resuelta en el tiempo de vida en el Hospital Universitario: un microscopio en el estado de arte para responder preguntas en biomedicina.”, financiado por CSIC Equipamiento pesado 2018.

 

Aquellos interesad@s en alguno de estos proyectos, enviar CV resumido (4 pag max) y carta intención (1 pag max) a:

Dr. Leonel Malacrida

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